Guide pratique du diagnostic des nématodes gastro-intestinaux des ruminants, des douves du foie et des vers pulmonaires : interprétation et utilité des résultats

Parasites & Vecteurs volume 16, Numéro d'article : 58 (2023) Citer cet article

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Le diagnostic des parasites des ruminants reste l'une des pierres angulaires des meilleures pratiques de contrôle des parasites. Les vétérinaires de terrain disposent de plusieurs techniques (numération des œufs fécaux, coproculture, FAMACHA®, plasma pepsinogène, ELISA-Ostertagia, ELISA-Fasciola, Baermann et ELISA-Lungworm) pour l'identification et/ou la quantification des nématodes gastro-intestinaux, des vers pulmonaires et de la douve du foie infectant les petits ruminants et les bovins. Chacun de ces outils de diagnostic a ses propres forces et faiblesses et est plus adapté à une opération de production spécifique et/ou à l'âge de l'animal (jeune et adulte). Cette revue se concentre sur la facilité d'utilisation et l'interprétation des résultats de ces outils de diagnostic. Les informations techniques les plus avancées sur l'échantillonnage, le stockage, les avantages et les limites de chaque outil pour différents types d'opérations de production et catégories d'animaux sont fournies.

Historiquement, de nombreux programmes de déparasitage étaient caractérisés par leurs traitements de couverture pour tout le troupeau/troupeau basés sur le calendrier. Aussi, par le passé, notamment dans certaines régions où les conditions climatiques favorisent le développement de stades pré-parasitaires dans l'environnement, les animaux recevaient des anthelminthiques toutes les 2 semaines ou tous les mois [1]. Cette approche a conduit au développement d'une résistance à la plupart des anthelminthiques actuellement disponibles sur le marché. Les problèmes de résistance étaient jusqu'à récemment résolus en traitant les animaux avec de nouveaux produits basés sur de nouveaux principes actifs pharmaceutiques qui avaient des modes d'action innovants [2]. Cependant, bien que de nouvelles molécules anthelminthiques, telles que le monepantel et le derquantel, aient été développées au cours de la dernière décennie, aucun nouvel anthelminthique de classe endectocide n'a été développé depuis le début des années 1980, date du lancement d'Ivomec® (ivermectine, la première lactone macrocyclique). En raison de réglementations plus strictes en matière de sécurité alimentaire et d'écotoxicité, le développement de nouveaux produits est devenu encore plus complexe, ce qui entraîne des coûts beaucoup plus élevés et des délais plus longs avant que le produit ne soit disponible dans le commerce. Par conséquent, il est peu probable que de nouveaux produits innovants arrivent sur le marché assez rapidement pour devancer le développement de la résistance. Par conséquent, les traitements chimiques doivent être de plus en plus basés sur le besoin, précédés de résultats diagnostiques et adaptés aux conditions locales de l'exploitation [3].

Cette situation critique nécessite des efforts coordonnés de la part de l'industrie de la santé animale, de la communauté scientifique, des praticiens vétérinaires, des décideurs politiques, des producteurs et des autres parties prenantes et exige un changement de paradigme complet dans l'approche de la lutte antiparasitaire. Il est impératif de s'éloigner de l'approche exclusivement chimique et de s'orienter plutôt vers la mise en place de bonnes pratiques de contrôle parasitaire. Il n'y a plus de solution "taille unique" ; la multirésistance aux médicaments a forcé un retour aux bases de la parasitologie pour déterminer les programmes de contrôle des parasites les plus efficaces et les plus durables [2].

Les diagnostics jouent un rôle important dans la réalisation de cet objectif ; cependant, le succès d'un programme de contrôle des parasites est également lié à des facteurs supplémentaires, tels que les antécédents parasitologiques et les pratiques d'élevage de la ferme. La surveillance de l'épidémiologie et des conditions météorologiques est également importante, et lorsque de telles données ne sont pas disponibles au niveau de l'exploitation, des données régionales pourraient être une option.

Le but de ce guide est de fournir des conseils pratiques au niveau de la ferme sur la facilité d'utilisation et l'interprétation des résultats des outils de diagnostic des parasites internes des ruminants. Ce document se concentre sur les techniques actuellement disponibles pour les producteurs/vétérinaires et contient un résumé des informations scientifiques les plus avancées sur ce sujet. Le résultat est une compilation d'instructions pratiques sur « pourquoi » et « quand » utiliser chacun des outils disponibles et, finalement, sur la façon d'interpréter les résultats. Plusieurs techniques actuellement disponibles uniquement dans le domaine scientifique, par exemple, la PCR quantitative, l'amplification isotherme médiée par boucle (LAMP), la PCR numérique de gouttelettes (ddPCR) et le codage à barres de séquençage de nouvelle génération-nemabiome, ne relèvent pas du champ d'application de ce document.

Plusieurs techniques sont disponibles pour effectuer le comptage des œufs fécaux (FEC) chez les bovins et les petits ruminants. En général, un FEC consiste à peser un échantillon de matières fécales fraîchement prélevées, à homogénéiser l'échantillon avec une solution de flottation, puis à filtrer ou centrifuger la boue fécale pour éliminer les grosses particules de débris ; le principe de flottation sépare les œufs pour identification et quantification à l'aide d'un microscope. La FEC peut être utilisée pour le diagnostic d'individus ou de groupes (échantillonnage groupé ou composite).

La technique McMaster [4] est la méthode la plus largement utilisée pour diagnostiquer une infection par les nématodes gastro-intestinaux (GIN) car elle est facile et peu coûteuse à exécuter et ne nécessite pas d'équipement de laboratoire sophistiqué [5]. Une autre technique bien connue est le protocole Wisconsin modifié [6]. De plus, plusieurs raffinements des méthodes FEC ont été développés ces dernières années, tels que le Mini-FLOTAC [7] et le FECPAK [8]. Plus récemment, des techniques FEC automatisées qui utilisent l'intelligence artificielle et l'apprentissage automatique pour la reconnaissance et le comptage automatisés des œufs d'helminthes ont été développées ; certains d'entre eux pourraient devenir disponibles dans le commerce dans un proche avenir.

Le moment de l'échantillonnage est important. La FEC diminue généralement avec l'augmentation de l'âge de l'hôte en raison de l'immunité ; cependant, il peut également augmenter chez les adultes en fonction du statut de reproduction et/ou de la saison [9].

Le nombre d'animaux échantillonnés doit être suffisant. Les animaux échantillonnés doivent être dans la même catégorie (jeunes, adultes, génisses, etc.) et maintenus dans le même pâturage sous les mêmes activités de gestion. Plus le nombre d'animaux échantillonnés est élevé, mieux c'est.

Exploitations ovines. Un échantillon groupé de 10 moutons permet une estimation fiable de la FEC moyenne dans la plupart des troupeaux, à condition qu'une quantité égale de matières fécales soit prélevée sur chaque animal et que les échantillons fécaux soient soigneusement mélangés dans le liquide de flottation [10].

Exploitations bovines : Au moins 10 animaux (soit 10 % du groupe) par catégorie (jeunes, adultes, etc.) doivent être échantillonnés [11].

Stockage et expédition corrects des échantillons fécaux. Pour des raisons pratiques, les matières fécales nécessitent un stockage approprié avant l'examen coprologique. Des conditions de stockage inadéquates peuvent entraîner une réduction du nombre d'œufs. Une réduction artificielle de la FEC se produit principalement en raison de l'éclosion des œufs ou de la dégradation biologique. Si vous utilisez des sacs pour la collecte, l'air doit être expulsé avant qu'ils ne soient scellés ; si vous utilisez des pots, les pots doivent être remplis à ras bord pour exclure l'air. Les échantillons doivent être conservés au frais (environ 4 °C) et analysés dans les quelques jours suivant le prélèvement. Il est recommandé de placer les sacs ou récipients contenant des matières fécales dans une glacière contenant des packs de congélation tout en évitant le contact direct des sacs ou des récipients avec les packs de congélation (par exemple, en utilisant une épaisse couche de papier journal). Si une coproculture doit être réalisée, éviter de conserver les échantillons au réfrigérateur plus longtemps qu'une nuit.

La variation des méthodologies a un impact sur les résultats. Il existe de nombreuses sources techniques de variabilité dans les résultats FEC, y compris des facteurs pré-analytiques (tels que la collecte, l'étiquetage et le stockage des échantillons fécaux) et des facteurs analytiques (tels que le volume/poids des échantillons fécaux, la filtration, l'homogénéisation et les solutions de flottation). Le facteur le plus important est la cohérence du protocole FEC utilisé dans le temps. L'utilisation du même laboratoire pour l'examen de différents échantillons (et évidemment la même méthodologie FEC) permet la comparaison des résultats dans le temps, permettant d'enregistrer un historique du statut parasitologique de chacun des troupeaux sous la garde du vétérinaire praticien. Plus d'informations sur l'impact des problèmes/résultats liés aux différentes méthodes FEC sont disponibles auprès de Nielsen [12].

Les œufs d'espèces différentes ne peuvent pas toujours être différenciés. Les GIN les plus importants du bétail sont taxonomiquement inclus dans les superfamilles Trichostrongyloidea et Strongyloidea ; par conséquent, les résultats des techniques FEC sont donnés en nombre d'œufs de trichostrongyle ou de strongyle par gramme (EPG) de matières fécales. La morphométrie des œufs de différents GIN se chevauche considérablement entre les genres et les espèces, empêchant l'identification au niveau du genre ou de l'espèce. Les exceptions sont illustrées sur la Fig. 1 : les genres Nematodirus, Trichuris, Capillaria et Strongyloides présents à la fois chez les bovins et les petits ruminants ; Skrjabinema chez les petits ruminants et Toxocara chez les bovins.

Différents helminthes produisent différentes quantités d'œufs par jour. En ce qui concerne la production quotidienne d'œufs, certains parasites sont plus prolifiques que d'autres. Si le genre principal infectant les bovins est Ostertagia (un helminthe peu prolifique), un impact significatif sur la productivité peut s'expliquer par un nombre d'œufs faible à modéré. La production quotidienne d'œufs par différentes espèces de GIN est indiquée dans le tableau 1.

La consistance des matières fécales influence également les résultats : quiconque a été à la fois dans des fermes laitières et dans des exploitations bovines a noté la différence de consistance des matières fécales. Les vaches laitières ont normalement plus de matières fécales liquides que les bovins de boucherie. Les animaux souffrant de maladies spécifiques peuvent avoir la diarrhée. La quantité d'eau dans l'échantillon doit être prise en compte pour tirer des conclusions car les œufs peuvent être dilués dans un échantillon aqueux, et divers facteurs d'ajustement ont été proposés pour les moutons [13].

L'interprétation des résultats n'est pas simple. Les résultats de la FEC doivent être interprétés avec prudence car plusieurs facteurs peuvent influencer les résultats. L'un de ces facteurs est la pathogénicité des parasites : de faibles résultats de FEC provenant d'espèces plus nuisibles (comme Ostertagia chez les bovins) pourraient expliquer des pertes de productivité importantes.

Œufs de nématodes gastro-intestinaux du bétail couramment observés dans les échantillons fécaux. a Oeuf de type Strongyle, b Nematodirus spp. oeuf, c Strongyloides spp. œuf, d Skrjabinema spp. œuf, e Trichuris spp. œuf, f Toxocara spp. œuf, g Capillaria spp. œuf

Les réponses aux questions ci-dessous fourniront des informations précieuses pour l'interprétation des résultats :

Date de prélèvement

La charge parasitaire des animaux (et la composition des espèces parasitaires) varie tout au long de l'année. Il est donc important de connaître l'épidémiologie des parasites les plus importants de votre région.

Quelle catégorie d'animaux (veaux, vaches, taureaux, agneaux, brebis, etc.)/génotype de bovin (Bos indicus vs. Bos taurus) a été échantillonné ?

Comme mentionné ci-dessus, lorsque les animaux (bovins ou ovins) vieillissent, ils développent une immunité qui réduit la fécondité des vers. Par conséquent, le nombre d'œufs devient un indicateur moins fiable de la taille de la charge de vers. Les femelles adultes de petits ruminants deviennent moins résistantes aux parasites à l'approche de la parturition.

A quand remonte le dernier traitement antiparasitaire et quel produit a été utilisé ?

Les ingrédients pharmaceutiques actifs présentent des profils d'efficacité différents, et certains sont plus efficaces contre des parasites spécifiques que d'autres. Par exemple, Cooperia est le parasite dose-limitant pour les lactones macrocycliques, et les benzimidazoles présentent une efficacité variable contre les larves inhibées par Ostertagia.

Selon la formulation, un parasiticide fournira une activité persistante plus ou moins longue, et certains ne fourniront même pas d'activité persistante.

Vérifiez toujours l'étiquette du produit pour bien comprendre ses indications et sa durée d'activité antiparasitaire.

Type d'opération de fabrication

Les matières fécales des animaux laitiers sont généralement plus liquides que les matières fécales des bovins de boucherie.

Taux de chargement

Plus le taux de charge est élevé, plus la pression parasitologique potentielle est élevée [14]. Plus d'animaux par hectare signifie que les animaux se nourrissent à proximité des bouses de fumier, ce qui augmente le risque d'ingestion de larves de parasites infectieux.

État nutritionnel et disponibilité alimentaire.

Les animaux en bon état nutritionnel avec une alimentation appropriée sont plus résistants/résilients à l'infection parasitaire [15].

D'autres informations qui pourraient être importantes pour l'interprétation des résultats concernent le niveau d'infectiosité des pâturages et les conditions météorologiques au cours des dernières semaines d'échantillonnage.

L'interprétation de la FEC des bovins n'est pas simple [19]. Un bovin produit environ 10 % de son poids en matières fécales par jour ; par conséquent, une vache de 500 kg excrétera environ 50 kg de matières fécales par jour. Habituellement, un échantillon d'environ 20 à 40 g de matières fécales est prélevé pour effectuer une FEC à partir de laquelle une plus petite proportion est analysée (généralement 4 g). Cela signifie que le résultat du FEC sera basé sur un échantillon de seulement 0,008 % de la quantité totale de matières fécales produites par cet animal ce jour-là.

L'inconvénient le plus important du FEC est que, selon le genre/espèce de GIN, il peut ne pas y avoir de relation cohérente entre celui-ci et la charge parasitaire (à l'exception des jeunes animaux au début de la saison de pâturage). Cependant, le FEC reste un outil pronostique pour mesurer/estimer la contamination du pâturage par les œufs de parasites.

Un FEC élevé (> 200 œufs par gramme [EPG] en Europe et > 500 EPG en Amérique du Sud) signifie une forte probabilité d'une charge parasitaire importante. Cependant, un faible FEC (< 50–100 EPG) ne signifie pas nécessairement que l'animal ne bénéficiera pas d'un traitement vermifuge. Par exemple, un faible FEC pourrait être le résultat d'un échantillonnage médiocre ou intempestif, ou il pourrait refléter une réaction de l'hôte qui déplace l'énergie qui devrait être utilisée pour le gain de poids ou la production de lait vers un système immunitaire très exigeant pour maintenir le parasitisme à un niveau bas. .

Comme mentionné, l'âge des animaux, le type d'opération de production, l'état nutritionnel et la race (espèce) doivent également être pris en considération puisque les races européennes et indiennes diffèrent par leur sensibilité aux parasites [20, 21]. Un autre aspect des résultats du FEC qui pourrait influencer leur interprétation est la pathogénicité des helminthes. Par exemple, Ostertagia est plus pathogène mais moins fécond que Cooperia, et Haemonchus est à la fois pathogène et fécond. Un dernier fait intéressant à propos de la FEC bovine est que la production d'œufs d'Ostertagia par helminthes diminue lorsque la population de vers augmente dans la caillette de l'hôte.

Confirmation du parasitisme GIN et diagnostic différentiel avec les autres causes de diarrhée et d'épargnant [22].

Dépistage de l'anthelminthique le plus efficace (ou vérification de l'efficacité du traitement). Dans ce contexte, un test de réduction de la FEC (FECRT) est recommandé pour déterminer le statut de sensibilité/résistance de la population de GIN d'une ferme spécifique à différents anthelminthiques [11]. Dans ce test, les matières fécales d'un groupe d'animaux sont collectées avant et après le traitement pour la détermination de la FEC. Les FEC avant et après traitement sont utilisés pour calculer l'efficacité du produit. Pour plus de détails sur la façon de procéder avec une FECRT, le lecteur est renvoyé à la ligne directrice COMBAR [23]. En raison de différents profils d'efficacité persistante, le temps de collecte des selles après le traitement varie selon la classe de médicaments utilisée (voir tableau 2). Dans une modification de la FECRT, les FEC pré-dose ne sont pas effectuées et les résultats sont basés sur le pourcentage de réduction de la FEC moyenne dans les groupes de traitement par rapport aux témoins non traités.

Contrôle après trempage. Il s'agit d'une approche moins structurée pour vérifier l'efficacité du produit. Au lieu de collecter des échantillons avant et après le traitement, les matières fécales sont collectées uniquement après le traitement (tableau 2) et regroupées pour le FEC. Cette alternative n'est pas aussi fiable que la FECRT formelle ; en revanche, elle est moins coûteuse et prend moins de temps.

Pour vérifier la sécrétion d'œufs des animaux nouvellement achetés avant qu'ils ne soient relâchés au pâturage avec le troupeau stationnaire.

Mesure de la contamination des pâturages (spécifiquement en Europe occidentale). Les FEC peuvent être utiles au début de la saison de pâturage, car le nombre d'œufs de vers versés pendant cette période détermine (en partie) le nombre de larves infectieuses sur le pâturage dans la seconde moitié de la saison de pâturage. Si, environ 2 mois après la sortie, la moyenne géométrique FEC (au moins 20 animaux doivent être échantillonnés) est > 200 EPG, les animaux doivent être immédiatement traités pour éviter des épidémies de gastro-entérite parasitaire clinique (PGE) [5]. Il convient de mentionner que lorsque la moyenne géométrique FEC < 200 EPG, le risque d'apparition d'une épidémie clinique tombe à 30 %. Il est important de souligner que ce seuil (200 EPG) concerne la parasitose clinique, mais il est surtout important d'éviter les pertes dues à la parasitose subclinique [24].

Traitement ciblé (TT). Les faibles résultats FEC généralement trouvés dans les échantillons d'animaux élevés dans l'hémisphère nord (et les bovins laitiers de l'hémisphère sud) ont empêché toute tentative de générer un seuil FEC réussi pour le traitement subclinique aux PGE. Cependant, dans les zones tropicales et subtropicales, où la pression parasitaire est beaucoup plus élevée, les résultats FEC pourraient être plus précieux. Sur la base d'un article récent [13], il est possible de recommander des seuils de traitement pour le Brésil et peut-être aussi pour des propriétés situées dans d'autres pays à la même latitude, des systèmes de production comparables (conditions de pâturage extensif) et un mélange similaire d'infections par les helminthes (60–75 % Cooperia ; 15–25 % Haemonchus ; 10–15 % Oesophagostomum ; < 5 % Trichostrongylus). Si au minimum 30% des animaux d'un troupeau (indépendamment de la catégorie [veaux allaitants ou sevrés, génisses, adultes, etc.]) présentent environ 250 EPG, le traitement de l'ensemble du troupeau est justifié pour éviter les pertes dues à la parasitose subclinique .

Il est important, bien sûr, de reconnaître que quels que soient les résultats (faibles ou élevés), les résultats du FEC pourraient ouvrir une fenêtre d'opportunité pour les vétérinaires praticiens de s'engager avec les producteurs sur la parasitologie. Cependant, si les FEC sont utilisés comme base pour des conseils concernant les options de contrôle, des paramètres supplémentaires doivent également être pris en compte (tels que les résultats de la coproculture, les antécédents parasitologiques et les pratiques d'élevage de la ferme, l'épidémiologie, le gain de poids, la production de lait et les conditions météorologiques) ; sinon, il y a un risque que des actions inappropriées soient prises.

Par rapport aux bovins, les avantages de la FEC sont un peu plus clairs chez les ovins, bien que, comme chez les bovins, les FEC doivent être considérés comme des informations diagnostiques supplémentaires à prendre en compte parallèlement aux antécédents et aux signes cliniques. Une interprétation attentive des résultats est particulièrement importante lorsque la FEC est faible.

Malgré les différences de fécondité et de pathogénicité chez les moutons GIN, en particulier chez les jeunes animaux, les FEC sont mieux corrélés avec les charges de vers de Haemonchus contortus et Trichostrongylus spp. Une autre observation intéressante est que la fécondité des Teladorsagia femelles adultes est inversement dépendante de la densité ; en d'autres termes, la production d'œufs par ver est plus élevée lorsque le nombre de vers dans l'intestin est faible [25].

Dans les éclosions d'infection aiguë à GIN, la FEC moyenne initiale dans un groupe d'animaux peut être faible parce que l'infection n'est pas encore devenue patente. Notamment, les infections prépatentes à Nematodirus battus chez les agneaux et les infections prépatentes à H. contortus chez les moutons de tout âge peuvent être associées à une maladie grave et même à la mort. Lors de l'interprétation des résultats FEC, il faut toujours se rappeler que les œufs ont été produits par des vers ramassés par les moutons 3 ou 4 semaines plus tôt. Les FEC ne fournissent aucune information sur le nombre de nématodes juvéniles et prématurés présents dans l'animal au moment de l'échantillonnage.

Chez les ovins, les résultats du FEC sont utilement combinés avec les résultats de la coproculture et les deux peuvent être utilisés pour guider le traitement, en particulier lorsque H. contortus est présent.

En Australie, plusieurs guides de décision d'arrosage dans plusieurs régions géographiques ont été développés pour aider les agriculteurs à prendre des décisions d'intervention basées sur les FEC [26]. Le tableau 3 montre un exemple d'une matrice de décision d'arrosage basée sur les niveaux de nutrition actuels, la condition animale (mesure de la nutrition précédente) et les espèces de vers dominantes dans une région de précipitations estivales. Ces seuils FEC sont utiles lorsque les animaux sont majoritairement infectés par Haemonchus et Trichostrongylus. Actuellement, il n'est pas possible de générer des seuils FEC pour d'autres espèces d'helminthes ; la variabilité de la production d'œufs et de la pathogénicité des vers parmi les différentes espèces de vers a empêché cet objectif d'être atteint. A noter que ces chiffres ne sont validés que pour l'Australie.

Un guide pour l'interprétation des résultats FEC est également disponible pour le Royaume-Uni et l'Irlande [27]. Ces chiffres sont présentés dans les tableaux 4 et 5 et doivent être utilisés avec d'autres facteurs (épidémiologie, antécédents d'utilisation d'antiparasitaires, pratiques d'élevage et informations météorologiques) pour fournir une recommandation plus globale sur le moment et la manière (par exemple, traitement sélectif ciblé [TST ], TT) les animaux doivent être traités.

Orienter les décisions concernant la nécessité d'un traitement (y compris les raisons stratégiques).

Confirmation du parasitisme par le GIN et diagnostic différentiel avec les autres causes de diarrhée et d'épargnant [22].

Recherche de l'anthelminthique le plus efficace (ou vérification de l'efficacité du traitement) : pour plus de détails, voir le point « Recherche de l'anthelminthique le plus efficace (ou vérification de l'efficacité du traitement) » dans la section Dans quelles situations la FEC peut-elle apporter une valeur ajoutée aux exploitations bovines ?. Pour plus d'informations sur la façon de procéder avec un FECRT chez les petits ruminants, consultez la recommandation COMBAR [28].

Contrôle après trempage. Pour plus de détails, voir le point « Contrôle après trempage » dans la section Dans quelles situations le FEC peut-il ajouter de la valeur aux exploitations bovines ?.

Traitement ciblé ou TST, comme mentionné précédemment. Pour plus de détails, voir la section FEC : focus sur les ovins.

Évaluation de la contamination des pâturages par les stades libres des pâturages des principaux parasites GIN.

Identification d'animaux à faible nombre d'oeufs de trichostrongylidés à utiliser comme phénotypes cibles dans les programmes d'élevage de moutons.

La méthode McMaster, développée au laboratoire McMaster de l'Université de Sydney, est la technique FEC la plus universellement utilisée en parasitologie vétérinaire et est préconisée par l'Association mondiale pour l'avancement de la parasitologie vétérinaire pour évaluer l'efficacité des médicaments anthelminthiques chez les ruminants [29] . Sa limite de détection étant relativement faible pour certaines applications, d'autres techniques ont été développées comme le protocole Wisconsin, la technique McMaster améliorée [30], Mini-FLOTAC et FECPAK, ces deux dernières applications étant les plus utilisées. Cependant, toutes les techniques FEC sont basées sur le principe que les matières fécales sont mélangées à un milieu de flottation, puis les œufs sont comptés dans un type différent de chambre de comptage.

La principale différence entre le protocole Wisconsin modifié et la technique McMaster est liée aux étapes de centrifugation. Une comparaison de plusieurs techniques FEC a démontré que l'étape de centrifugation permettait la récupération la plus cohérente de plus d'œufs à partir de matières fécales bovines que les autres méthodes [31].

Comme pour le protocole McMaster, il existe plusieurs variantes de la technique modifiée du Wisconsin utilisée par différents laboratoires [32].

La recherche de méthodes plus sensibles et plus précises a conduit au développement d'une technique multivalente [33], connue sous le nom de FLOTAC, pour le diagnostic copromicroscopique qualitatif et quantitatif des infections à endoparasites patentes chez l'animal et l'homme. FLOTAC est un test sensible qui permet la quantification de 1 EPG de matières fécales. Il permet également le diagnostic des larves de vers pulmonaires (Dictyocaulus spp.) et des œufs de trématodes (Fasciola hepatica) selon le type de milieu de flottaison. Les avantages de la technique FLOTAC par rapport à la méthode McMaster ont été démontrés dans une enquête sur la résistance aux anthelminthiques chez les bovins car elle permettait d'inclure des animaux avec une FEC < 50 EPG de fèces [34]. Cependant, FLOTAC prend plus de temps que la technique McMaster et nécessite une centrifugeuse pour les plaques. Ces facteurs ont été pris en considération avec le développement d'une technique plus pratique, le mini-FLOTAC [7]. Le mini-FLOTAC ne nécessite pas de centrifugation et a une bonne sensibilité, permettant la détection de 5 EPG.

La méthode FECPAK est basée sur une modification de la technique McMaster et a une limite de détection minimale de 30 à 35 EPG de matières fécales [35]. La méthode FECPAK originale a été développée en Nouvelle-Zélande pour fournir une méthode simple à la ferme pour l'estimation du FEC. La méthode FECPAKG2 mise à jour utilise une approche de flottation-dilution similaire à la technique McMaster, mais implique la capture d'images numériques d'échantillons sans l'utilisation d'un microscope. Les images numériques des échantillons sont ensuite stockées et peuvent être évaluées par des techniciens formés pour l'identification et le comptage des œufs de nématodes [36]. Chaque image numérique reste disponible à des fins de référence et d'audit. La mise en place du test FECPAKG2 ne nécessite pas d'équipement de laboratoire spécialisé ni de compétences techniques, et la préparation peut être effectuée facilement sur le terrain par un opérateur non professionnel.

Toutes les techniques mentionnées ci-dessus ont leur propre valeur spécifique et peuvent être utilisées dans toutes les situations décrites ci-dessus. Cependant, il convient de noter que plus la limite de détection est basse et plus l'exactitude et la précision sont élevées, plus la technique est adaptée à une FECRT. Dans les situations où la pression parasitologique n'est pas élevée et où l'on s'attend à ce que les résultats de la FEC soient faibles, les techniques à faible limite de détection sont préférées. Si la demande de résultats FEC est urgente, FECPACK est le seul outil de diagnostic côté stylo actuellement disponible, et il permet une discussion sur site et immédiate des résultats avec le producteur. Par conséquent, le coût de FECPACK est généralement plus élevé que les autres techniques.

Le tableau 6 résume les caractéristiques des techniques FEC mentionnées dans cet article.

Contrairement aux œufs de Trichuris spp., Strongyloides spp., Capillaria spp., Nematodirus spp., Toxocara spp. et Skrjabinema spp., facilement identifiables par leur morphologie, les œufs de la plupart des genres strongles (Haemonchus, Ostertagia, Trichostrongylus, Cooperia et Oesophagostomum) sont morphologiquement similaires [16]. Pour cette raison, la meilleure façon d'interpréter les résultats de l'examen fécal est d'associer les FEC de strongyle à l'identification des larves de troisième stade (L3) récupérées des cultures fécales pour déterminer les proportions de chaque genre de nématode présent en fonction du nombre d'œufs excrétés. [38]. Des descriptions détaillées de la différenciation des larves infectantes des nématodes parasites des ovins et des bovins sont disponibles dans [39].

La recommandation habituelle est que 100 larves de strongles L3 sont identifiées, les résultats étant exprimés en pourcentage. Une erreur fréquente est l'inclusion des larves de Strongyloides papillosus dans les résultats. Le niveau d'infection à S. papillosus doit être évalué lors de la FEC car il est possible de différencier son petit œuf embryonné des œufs de strongles morulés. Il est très important de considérer que S. papillosus peut également développer une génération d'adultes libres qui produisent rapidement des œufs, entraînant des larves infectieuses dans les cultures fécales. Pour cette raison, même les cultures contenant initialement un petit nombre d'œufs de S. papillosus peuvent se retrouver avec un grand nombre de larves de S. papillosus L3. Par conséquent, S. papillosus ne doit pas être inclus dans le pourcentage de larves de nématodes identifiées dans les cultures fécales [16]. De même, les œufs de Nematodirus, qui sont plus gros et plus foncés que les autres œufs de strongles, peuvent être facilement dénombrés au cours de la FEC, tout comme les œufs de Trichuris en forme de tonneau à coquille épaisse et les œufs de Toxocara ronds à coquille épaisse rarement présents. En conclusion, seul le pourcentage de larves de strongles devrait apparaître dans les résultats des cultures fécales.

Il faut 7 à 14 jours supplémentaires pour cultiver les larves, et il convient de mentionner que les œufs de différents helminthes n'éclosent pas et/ou ne se développent pas de manière égale jusqu'au stade larvaire L3 car les conditions de stockage des matières fécales et la température à laquelle le test est réalisées peuvent favoriser un genre plutôt qu'un autre [40]. Il est donc plus sûr d'utiliser les résultats de la culture des larves comme une indication générale de la population de vers présente, plutôt que comme une détermination précise de la proportion de FEC apportée par chaque genre [41].

Étant donné qu'aucun seuil subclinique n'a été défini pour le pourcentage d'un genre d'helminthes pour guider les décisions de traitement, une coproculture n'aide guère à déterminer si un traitement est nécessaire ou non. Cependant, les coprocultures sont utiles pour déterminer quelles espèces sont à l'origine de la résistance dans une propriété après qu'une FECRT a montré de mauvais résultats pour un produit spécifique et pour comprendre l'épidémiologie des parasites.

Contrairement aux bovins, les coprocultures sont couramment utilisées pour prendre des décisions de trempage dans les exploitations ovines, principalement parce que le pourcentage d'Haemonchus et de Trichostrongylus dans la population totale de vers joue un rôle décisif dans la décision d'effectuer ou non un traitement (voir les tableaux 3, 4, 5).

L'agglutinine d'arachide marquée à la fluoroscéine est également un test utile et moins cher que la coproculture pour différencier les œufs d'Haemonchus dans les FEC [42].

Le test de notation FAMACHA® a été développé comme indicateur TST pour les moutons, mais il s'est également avéré utile pour les tests chez les chèvres [43,44,45]. La condition préalable à une utilisation réussie de cet outil chez les ovins et les caprins est la présence de H. contortus comme principal parasite parmi la population d'helminthes.

H. contortus étant hématophage, il est possible d'utiliser la couleur des muqueuses et les valeurs des globules rouges (hématocrite et hématocrite) comme signes de parasitose. Le système FAMACHA® consiste en un nuancier qui est utilisé comme indicateur des individus d'un troupeau qui doivent être traités sélectivement pour l'hémonchose [46]. La couleur des muqueuses de tous les moutons d'un troupeau est régulièrement vérifiée par rapport à la charte FAMACHA®, et seuls les moutons aux membranes pâles sont traités avec un vermifuge. La raison d'être de ce traitement sélectif est qu'il permet d'identifier et de traiter les animaux cliniquement atteints mais aussi de s'assurer que ceux qui ne nécessitent pas de traitement continueront à contaminer le pâturage avec des œufs de nématodes, générant ainsi potentiellement des refuges pour maintenir la diversité génétique du nématode, ce qui ralentir/retarder le développement de la résistance aux anthelminthiques [47].

FAMACHA® ne doit pas être utilisé comme critère sélectif dans le diagnostic des parasites non hématophages [46]. En revanche, le score de diarrhée et le score d'état corporel, ainsi que les baisses de productivité (gain de poids et production de lait), les FEC et d'autres indicateurs du TST [48], peuvent être utilisés pour diagnostiquer les parasites hématophages et non hématophages [49, 50 ].

Lorsque le tableau FAMACHA® est utilisé, la fréquence de traitement avec des produits chimiques peut être fortement réduite, en moyenne > 50 % [46], ralentissant ainsi le développement de la résistance. Cependant, des questions se posent quant à son impact sur la productivité. La plupart des recherches publiées sur ce sujet n'indiquent aucun effet négatif [51,52,53,54], mais les auteurs ont souligné des pertes potentielles [46, 55], principalement lorsque FAMACHA© est utilisé chez les agneaux [56, 57]. Le système FAMACHA® est considéré comme l'un des meilleurs critères du TCT chez la brebis [51, 52, 58]. Cependant, même lorsque Haemonchus est le parasite majeur, il n'est pas recommandé d'utiliser le système FAMACHA® comme critère exclusif pour le TST chez les agneaux en croissance. Le critère productif de gain de poids chez les agneaux peut être utilisé efficacement en TST pour le contrôle du GIN sans pertes productives, indépendamment de toute association avec le système FAMACHA® [55, 56]. De plus, il est connu que la présence de Fasciola et/ou d'Eimeria peut compromettre le succès de la mise en œuvre de FAMACHA® [59].

Le dosage immuno-enzymatique (ELISA) est un dosage immunologique qui repose sur la détection des anticorps de l'hôte contre Ostertagia ostertagi comme indicateur d'infection. Le système ELISA—Ostertagia a été initialement développé pour l'analyse d'échantillons de sérum individuels. Cependant, il a été développé et évalué pour être appliqué à l'analyse du lait individuel et en vrac. Malgré le fait que l'ELISA de lait en vrac reflète l'exposition passée au parasite, c'est une alternative intéressante pour surveiller l'état de l'infection à O. ostertagi dans les troupeaux laitiers, car elle permet un diagnostic rapide et modérément peu coûteux du parasitisme au niveau du troupeau [60].

Les résultats ELISA du lait en vrac peuvent fournir des informations opportunes sur l'état de l'exposition aux parasites dans le cadre plus large d'un programme de surveillance de la santé du troupeau. Une surveillance régulière (environ 4 fois par an dans l'hémisphère sud et une fois par an dans un environnement avec une période de pâturage d'été et une période de logement d'hiver) peut démontrer des tendances dans les niveaux d'anticorps spécifiques au parasite et des variations saisonnières de l'état de la maladie. Les résultats de l'ELISA de lait en vrac pour O. ostertagi sont efficaces pour déterminer les seuils basés sur la production car ils fournissent un indicateur utile des infections subcliniques et de l'état d'infection relatif d'un troupeau [61, 62].

Un kit ELISA commercial pour détecter les anticorps contre O. ostertagi dans des échantillons de lait est disponible auprès d'Indical Bioscience (Leipzig, Allemagne). Les taux d'anticorps sont exprimés en rapport de densité optique (ODR). D'un point de vue économique, il existe une relation importante entre l'ODR du lait de tank et la production de lait : plus l'ODR est élevé, plus la production laitière du troupeau est faible [63]. Anti-O. les anticorps ostertagi dans le lait sont des indicateurs utiles dans l'évaluation de l'exposition aux parasites et des pertes de production potentielles et pour éclairer les plans de contrôle et les décisions de traitement [64,65,66].

Un tableau a été créé pour aider l'utilisateur du kit dans l'interprétation des résultats des tests de lait du tank à lait (Fig. 2) ; les résultats > 0,5 ou 0,8 ODR (selon la région géographique) sont associés à un risque accru de pertes de production dues au GIN et peuvent donc entraîner une augmentation de la production laitière après traitement. Cependant, dans certaines exploitations avec des ODR élevés, aucun effet de traitement n'est observé. A noter que ce seuil n'a été validé que pour certains pays européens. À l'instar de nombreux autres tests de diagnostic, les titres d'anticorps O. ostertagi dans le lait en vrac ne devraient pas être le seul déterminant dans le processus de prise de décision concernant les pertes estimées et la réponse potentielle au traitement.

Guide d'interprétation des titres de dosage immuno-enzymatique (ODR) d'Ostertagia ostertagi de lait de réservoir en vrac en relation avec l'impact potentiel sur la production laitière quotidienne individuelle dans les troupeaux laitiers. Pour évaluer l'importance de l'infection dans un troupeau spécifique, l'ODR du lait du tank à lait du troupeau doit être tracé sur la ligne. L'effet probable de ce niveau de pression d'infestation sur le rendement laitier moyen du troupeau peut être lu sur l'axe des ordonnées. ODR, rapport de densité optique

La concentration/les niveaux de pepsinogène dans le plasma/sérum sanguin sont liés à l'étendue des lésions abomasales causées par des parasites tels que O. ostertagi. Au cours de la première saison de pâturage, des valeurs élevées de pepsinogène chez les bovins sont corrélées à l'apparition de gastro-entérites parasitaires.

Lorsqu'une ostertagiose clinique est suspectée, les taux plasmatiques de pepsinogène fournissent les moyens d'un diagnostic "rapide" au niveau du troupeau. De plus, cette technique s'est avérée être un outil de surveillance utile lorsqu'elle est utilisée chez les veaux de pâturage de première saison au logement pour évaluer l'exposition aux parasites au cours de la dernière saison de pâturage. Associés à l'historique de gestion de l'exploitation (par exemple durée de la saison de pâturage, historique des traitements antiparasitaires), les résultats permettent une discussion sur les activités de lutte antiparasitaire pour l'année suivante. Plusieurs auteurs ont publié des études sur la relation entre les niveaux de pepsinogène et la charge parasitaire, l'infectiosité des pâturages, la chimioprophylaxie et les gains de poids [67,68,69,70,71], et la valeur de cet indicateur à des fins de surveillance a également été examinée [72, 73].

Les principaux inconvénients de la mesure du pepsinogène plasmatique sont l'absence d'une méthode standardisée (la comparaison des résultats de différents laboratoires peut être difficile) et l'exigence d'un prélèvement sanguin invasif.

Des orientations sur la mise en œuvre pratique des mesures du pepsinogène dans les exploitations ont déjà été fournies [74]. De manière générale, il est recommandé que six à sept animaux sur un groupe de 40 animaux maximum soient testés à la stabulation et que des informations sur la durée de la saison de pâturage et l'intensité du traitement chimique (chimioprophylaxie) soient collectées. Ces trois facteurs peuvent être utilisés pour évaluer l'exposition en tant qu'indicateur indirect de l'efficacité du contrôle et du niveau d'immunité acquise contre O. ostertagi. En suivant l'organigramme de la Fig. 3 [74], une recommandation pratique de contrôle des parasites pour l'année suivante peut être élaborée.

Organigramme utilisé pour fournir des conseils de lutte contre les vers chez les veaux au pâturage de la première saison. Une saison de pâturage est considérée comme courte quand ≤ 3 mois et longue quand ≥ 6 mois. "Autre" signifie qu'aucune classification n'a pu être faite sur la base du manque de clarté des informations disponibles [74]

Il est à noter que malgré l'intérêt pratique de cette technique sur le terrain, elle est majoritairement utilisée par les chercheurs, principalement en raison de son coût et de l'obligation de prélèvement invasif.

Le test de diagnostic définitif pour F. hepatica est l'autopsie du foie, qui fournit un diagnostic très précis de la fasciolose lorsque les voies biliaires sont soigneusement disséquées [75]. De toute évidence, ce n'est pas une option pratique en tant qu'outil de gestion de troupeau ou de troupeau, car elle ne peut être effectuée que post-mortem [76].

Le test de diagnostic ante-mortem le plus fréquemment utilisé est la détection des œufs dans les fèces par des techniques de sédimentation ou de flottation, exprimée en FEC [77]. Des données non publiées de l'Animal and Plant Health Agency (APHA) du Royaume-Uni montrent que la technique de sédimentation est plus sensible que la flottation dans le sulfate de zinc (note : une technique qui consiste en une sédimentation puis une flottation n'a pas été évaluée). La technique de sédimentation permet également de différencier facilement les œufs des douves du foie de ceux des douves du rumen. Malgré les avantages des examens fécaux pour la détection des œufs de Fasciola, la période pré-brevet de Fasciola est de 8 à 10 semaines selon l'espèce hôte; par conséquent, le nombre d'œufs n'est utile qu'à partir d'environ 8 semaines après l'infection. De plus, d'autres facteurs, tels que l'âge de l'hôte, la teneur en eau fécale et le nombre d'aliquotes testées par échantillon, peuvent tous affecter la sensibilité de la FEC [78]. Des faux positifs ou des faux négatifs peuvent survenir en raison de la rétention d'ovules dans la vésicule biliaire pendant au moins 2 semaines après un traitement réussi [79]. Il convient de noter que des tests ou analyses répétés de > 30 g de matières fécales peuvent augmenter le taux de détection jusqu'à 90 % [75, 80]. La FEC peut être un mauvais indicateur d'infection lorsque la charge parasitaire est faible ou lorsque des stades immatures non reproducteurs migrent [81, 82].

Les méthodes de sédimentation/flottation coprologiques sont bien établies dans les laboratoires de diagnostic de routine, et des méthodes telles que FLOTAC [33] et Flukefinder® [83] peuvent également être utilisées pour détecter les œufs de F. hepatica. Flukefinder® est un appareil de détection d'œufs disponible dans le commerce basé sur une sédimentation modifiée et une technique de filtration fine. Il est couramment utilisé dans les laboratoires de diagnostic vétérinaire en Europe et en Amérique du Nord [84]. Flukefinder® est plus efficace que la simple méthode de sédimentation pour récupérer les œufs de douve chez les bovins et les ovins [83].

Il a été suggéré que les animaux avec aussi peu que 1 à 10 parasites se développent à un rythme plus lent que les animaux non infectés [85]. Si tel est le cas, les outils de diagnostic à faible limite de détection sont très importants. Il peut également être conseillé de détecter de faibles charges de douves chez les ovins en raison de la sensibilité élevée des ovins à ce parasite.

Comme alternative aux FEC, des ELISA spécifiques à la douve du foie ont été développés et sont couramment utilisés chez les bovins et les ovins. Fasciola hepatica–ELISA sont des tests adaptables qui détectent des antigènes spécifiques dans les matières fécales ou des anticorps dans du lait ou des sérums groupés ou individuels. Le stade le plus dommageable de cette infection chez l'hôte final se produit lors de la migration des stades immatures, et l'échec des FEC en tant qu'outil pour diagnostiquer les stades de migration immatures de la douve du foie chez l'hôte final est un inconvénient majeur de cette méthode. En comparaison, un avantage majeur des tests ELISA est la détection précoce de l'infection. De plus, les techniques ELISA ont démontré une meilleure sensibilité du diagnostic par rapport aux méthodes coprologiques [86, 87].

La détection des antigènes de F. hepatica dans les matières fécales s'est avérée avoir une sensibilité et une spécificité élevées [86, 88]. Le coproantigène ELISA détecte les antigènes excréteurs/sécrétoires sécrétés par Fasciola adultes vivants et immatures tardives dans les fèces. Il a été démontré que le MM3-Copro ELISA (Bio-X Diagnostics, Rochefort, Belgique) détecte 100 % des ovins avec une douve et 100 % des bovins avec deux douves [89]. La première détection de coproantigènes spécifiques de F. hepatica par l'ELISA de capture MM3 a précédé la première détection dans le comptage des œufs de 1 à 5 semaines. Chez les moutons qui ont été infectés expérimentalement puis traités avec un flukicide, les coproantigènes sont devenus indétectables de 1 à 3e semaines après le traitement. L'ELISA MM3-Copro n'a pas eu de réaction croisée lorsqu'il a été testé dans des co-infections avec paramphistome, coccidien et/ou GIN [90, 91]. Par conséquent, ce test pourrait être utilisé à la place de l'examen fécal pour les œufs de douve (car il s'agit potentiellement d'un test moins cher) ou pour évaluer l'efficacité du flukicide.

Un autre kit ELISA disponible pour le diagnostic de F. hepatica est le SVANOVIR® F. hepatica-Ab (Svanova-INDICAL Sweden AB, Uppsala, Suède). Il a été prouvé que les résultats de cet outil de diagnostic sont fortement corrélés avec l'infection (nombre de douves dans le foie), les niveaux d'anticorps contre F. hepatica et la perte de production de lait ou de poids de carcasse [92, 93]. SVANOVIR® F. hepatica-Ab a été validé chez les bovins laitiers et de boucherie en utilisant respectivement des échantillons de lait et de sérum/jus de viande, permettant ainsi le suivi de la fasciolose à plusieurs étapes de la chaîne de production, y compris dans les élevages, dans les laiteries et à l'abattage . Dans ce contexte, il convient de noter que les anticorps de la douve peuvent persister plusieurs mois après un traitement réussi.

Les tests sanguins ELISA pour F. hepatica-Ab dans les zones où F. hepatica est inhabituel peuvent être utilisés pour diagnostiquer l'infection. En Europe occidentale, ce test peut être utilisé pour indiquer la première infection chez les animaux de pâturage de première année élevés à la maison pour aider à identifier le moment de l'augmentation des métacercaires à l'automne. Cela permet aux animaux d'être traités avec plus de précision pour la fasciolose aiguë.

Plusieurs autres kits ELISA ont été développés pour la détection de l'infection par F. hepatica dans des échantillons de lait de tank à lait. Ils peuvent également être utilisés pour évaluer la réponse au traitement dans les troupeaux laitiers. Il est important de tenir compte des mesures de traitement appliquées, de l'âge et de la période de traite du troupeau avant d'interpréter les résultats ELISA du réservoir à lait [92].

Le tableau 7 répertorie les techniques de diagnostic de la douve du foie et leurs caractéristiques et donne des indications sur les situations dans lesquelles chacune d'entre elles peut être utilisée [94].

La toux persistante est le signe clinique le plus courant de la dictyocaulose chez les bovins. En particulier dans les régions tempérées humides, la maladie doit être suspectée chez tout bovin qui tousse et qui a accès au pâturage, généralement du milieu à la fin de la période de pâturage. Les signes cliniques de toux, de tolérance réduite à l'effort et d'un rythme respiratoire lourd et rapide sont plus faciles à observer lorsque les vaches sont amenées pour la traite ou déplacées d'un enclos à l'autre. Une mort subite peut également être observée, notamment en cas de syndrome de réinfection. La « position typique du ver pulmonaire », avec des bovins debout, la tête allongée et la langue en saillie, n'est pas observée dans tous les cas, mais doit être recherchée. Des signes plus subtils de perte de poids et de production laitière réduite peuvent être la seule caractéristique clinique.

Le tableau 8 montre plusieurs organismes infectieux donnant des signes cliniques similaires, et les infections concomitantes ne sont pas rares. Cela peut rendre difficile l'estimation de l'importance relative du ver pulmonaire lorsque la maladie est observée. Au pâturage, le ver du poumon devrait être considéré comme un « agent de stress » probable, favorisant la maladie par des organismes infectieux qui, par eux-mêmes, ne se développeraient pas. Par exemple, les infections pulmonaires peuvent provoquer une recrudescence du virus de la rhinotrachéite infectieuse bovine (IBR) présent de manière latente, la toux régulière créant un véhicule pour la propagation de l'IBR [95].

Les signes cliniques commencent généralement après la deuxième semaine d'infection; cependant, les tests Baermann et ELISA, qui révèlent la présence de vers adultes, ne seront positifs qu'à partir des jours 23 à 28 après l'infection. Cette « lacune diagnostique » présente un défi, en particulier lorsque très peu d'animaux sont cliniquement affectés. Il est important de noter que les bovins totalement ou partiellement immunisés, y compris ceux qui souffrent du «syndrome de réinfection», hébergeront normalement des charges de vers immatures et ne seront alors testés positifs dans aucun des deux tests. Pendant la période prépatente, les lavages bronchoalvéolaires peuvent fournir des informations inestimables, mais ils sont perçus comme chronophages et sont donc sans doute sous-utilisés comme outil de diagnostic. Le diagnostic est facilement atteint lors des examens post-mortem. Le kit de diagnostic ELISA pour le ver pulmonaire dépasse le cadre de la présente revue en raison de sa disponibilité géographique restreinte (uniquement au Royaume-Uni et aux Pays-Bas).

Le test de Baermann présente une sensibilité élevée chez les veaux lorsqu'au moins 30 g de fèces sont examinés [96]. Des échantillons individuels provenant de plusieurs animaux présentant des signes cliniques doivent être analysés. Si une taille moyenne de troupeau de 73 animaux (19 génisses et 54 vaches) est considérée, neuf génisses et 15 vaches (deuxième lactation ou plus tard) doivent être testées individuellement pour au moins un résultat positif [97]. Pour réduire les risques d'un test faussement négatif, il est crucial que les échantillons soient réfrigérés et traités rapidement. Même lorsqu'elles sont conservées au réfrigérateur, 20 % des larves de premier stade (L1) sont susceptibles de mourir dans les 24 h suivant l'échantillonnage. A température ambiante, 60 % et 80 % des larves L1 seront mortes respectivement après 24 et 48 h [98]. Des résultats faux positifs ou faux négatifs peuvent se produire si les échantillons sont laissés pendant une durée suffisante pour que les œufs gastro-intestinaux aient éclos en larves L1 et/ou que le ver pulmonaire L1 soit mort.

Le diagnostic est l'un des piliers d'un programme moderne de contrôle des parasites. Les meilleures pratiques de contrôle des parasites peuvent se résumer à traiter le bon animal avec le bon produit, avec la bonne dose et au bon moment, et enfin, mais non des moindres, avec une bonne gestion du pâturage. Cette affirmation est peut-être simple, mais la mise en œuvre des meilleures pratiques de contrôle des parasites reste un défi pour la plupart des vétérinaires/producteurs du monde entier. Dans cette revue, nous avons d'abord identifié les bons animaux à traiter. Malheureusement, une technique de diagnostic pratique (avec stylo, facile à utiliser et à faible temps de traitement) à faible coût avec une faible limite de détection, une grande précision et une grande précision n'est pas encore disponible. Néanmoins, en comprenant quels outils de diagnostic sont accessibles et en connaissant leurs avantages et leurs limites, il est possible de choisir la méthode la plus adaptée à chaque opération de production. Bien que les résultats de certaines techniques de diagnostic puissent ne pas être simples, lorsqu'ils sont utilisés avec d'autres données de la ferme, telles que l'historique de la lutte antiparasitaire, l'épidémiologie des parasites, les pratiques d'élevage et le climat, ils constituent le fondement d'une discussion fondée sur des preuves entre les vétérinaires et les producteurs sur le développement durable. contrôle des parasites. Les parasites ont développé une résistance à la plupart des classes de médicaments anthelminthiques actuellement disponibles sur le marché, et il est peu probable que le développement de produits innovants (contenant des ingrédients pharmaceutiques actifs avec de nouveaux modes d'action) dépasse l'avancée de la résistance. C'est pourquoi tous les acteurs de la parasitologie des ruminants (éleveurs, vétérinaires, chercheurs, régulateurs et industrie de la santé animale) doivent travailler sur des pratiques permettant l'emploi des meilleures pratiques pour un contrôle durable des parasites, et un diagnostic parasitologique approprié est la première étape vers cet objectif.

N'est pas applicable.

Oeufs par gramme (de matières fécales)

Dosage immuno-enzymatique

Nombre d'œufs fécaux

Nématode gastro-intestinal

Traitement sélectif ciblé

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Nous remercions les collègues suivants de Boehringer Ingelheim Animal Health pour la révision du contenu : Dr. Sioned Timothy BVSc MSc MRCVS, Ruminants Technical Services Manager—Royaume-Uni et Irlande ; Dr Diego Irazoqui—Directeur technique des ruminants—ROPU Amérique du Sud ; Dr Roulber Silva—Directeur marketing et technique des ruminants—Brésil ; Dr Gareth Kelly—Responsable des services techniques pour les ruminants—Australie ; Dr Abi Chase—Responsable des services techniques pour les ruminants—Nouvelle-Zélande ; Dr Peggy Thompsom—Directrice associée, Marketing technique-Bovins—États-Unis ; Dr. Jo Maris—Responsable Technique Bovins—Belgique ; Dr Becky Fankhausen—Innovation mondiale—États-Unis.

N'est pas applicable.

Boehringer Ingelheim Santé animale, Ingelheim am Rhein, Allemagne

Gustavo Adolfo Sabatini

Université fédérale du Mato Grosso do Sul, Campo Grande, Brésil

Fernando de Almeida Borges

Université de Gand, Gand, Belgique

Edwin Claerebout

Université de Géorgie, Athènes, États-Unis

Leonor Sicalo Gianechini

Université suédoise des sciences agricoles, Uppsala, Suède

Johan Höglund

Université St. George's, St. George's, Antilles, Grenade

Ray Matthew Kaplan

Université fédérale de Goias, Goiania, Brésil

WelberDaniel Zanetti Lopes

L'ancienne Agence de la santé animale et végétale (APHA), Perth, Royaume-Uni

Sian Mitchell

Université de Naples Federico II, Naples, Italie

Laura Rinaldi

Université libre de Berlin, Berlin, Allemagne

George de Samson-Himmelstjerna

Fiel & Steffan Consultants associés, Tandil, Argentine

Pedro Steffan

Université d'Adélaïde, Roseworthy, Australie

Robert Woodgate

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Conceptualisation : GS. Rédaction et préparation du brouillon original du manuscrit : GS. Rédaction, révision et édition du manuscrit : RK, FB, GSH, JH, LR, LG, PS, RW, SM, WL, EC. Tous les auteurs ont lu et approuvé le manuscrit final et ont consenti à sa publication.

Correspondance à Gustavo Adolfo Sabatini.

N'est pas applicable.

Cet article est le résultat du Ruminant Parasit'Xpert 2021, un événement scientifique organisé et sponsorisé par Boehringer Ingelheim Animal Health (Ingelheim am Rhein, Allemagne).

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Réimpressions et autorisations

Sabatini, GA, de Almeida Borges, F., Claerebout, E. et al. Guide pratique du diagnostic des nématodes gastro-intestinaux des ruminants, des douves du foie et des vers pulmonaires : interprétation et utilité des résultats. Vecteurs parasites 16, 58 (2023). https://doi.org/10.1186/s13071-023-05680-w

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Reçu : 07 novembre 2022

Accepté : 21 janvier 2023

Publié: 08 février 2023

DOI : https://doi.org/10.1186/s13071-023-05680-w

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